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系统性硬化症等纤维增殖性疾病病情复杂，其特征为慢性皮肤炎症和进行性纤维化，成纤维细胞活化是其中的核心特征。转化生长因子β（TGF-β）信号通路已被确认为系统性硬化症（SSc）纤维化的重要驱动因素，而核因子κB（NF-κB）等炎症通路也显著加重疾病负担。我们此前发现，CD109 是 TGF-β 共受体，也是纤维化信号的负调节因子；然而，其在炎症信号中的作用尚不明确。本研究探讨了 CD109 在调节皮肤成纤维细胞炎症信号中的功能。我们发现，CD109 与 Toll 样受体（TLR2、TLR4）和肿瘤坏死因子受体（TNFRI、TNFRII）共定位并相互作用；在人体真皮成纤维细胞中，CD109 缺失会增强 TNF 诱导的 NF-κB 活化，并重塑细胞因子生成模式。此外，全身性及成纤维细胞特异性 CD109 敲除小鼠均表现出免疫细胞浸润增加和皮肤炎症加重。与此同时，对涵盖多种疾病的成纤维细胞图谱进行单细胞转录组分析显示，CD109 在结构性和稳态型成纤维细胞亚型中优先维持表达，而与免疫细胞相互作用的成纤维细胞亚群则均表现出 CD109 水平降低。对成纤维细胞伪批量样本进行通路层面分析发现，与健康皮肤相比，SSc 中经典炎症通路的活性发生改变。综上，这些发现表明，CD109 是成纤维细胞内源性炎症信号负调节因子，并提示 CD109 在调节系统性硬化症炎症反应中具有更广泛的作用。O_FIG O_LINKSMALLFIG WIDTH=200 HEIGHT=102SRC="FIGDIR/small/736423v1_ufig1.gif" ALT="图1">查看大图（53K）：org.highwire.dtl.DTLVardef@bdd3edorg.highwire.dtl.DTLVardef@a4ab8forg.highwire.dtl.DTLVardef@fb5c7eorg.highwire.dtl.DTLVardef@755ffb_HPS_FORMAT_FIGEXP M_FIG 图形摘要：CD109通过调节NF-{kappa}B信号通路抑制成纤维细胞驱动的炎症。使用FigureLabs.ai生成，并使用Adobe Photoshop编辑。C_FIG
CD109缺失增强真皮成纤维细胞中的NF-κB信号传导和炎症重编程 | bioRxiv
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CD109缺失增强真皮成纤维细胞中的NF-κB信号传导和炎症重编程
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Adel
Batal
、
Saniya
Pamnani
、
Shufeng
Zhou
、
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George
Bou-Gharios
、
Anie
Philip
DOI：
https://doi.org/10.64898/2026.07.03.736423
Adel Batal
1
麦吉尔大学外科学系整形外科
，蒙特利尔，魁北克省，
加拿大
2
麦吉尔大学健康中心研究所外科与介入科学项目
，蒙特利尔，魁北克省，
加拿大
理学硕士
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Saniya Pamnani
1
麦吉尔大学外科学系整形外科
，蒙特利尔，魁北克省，
加拿大
2
麦吉尔大学健康中心研究所外科与介入科学项目
，蒙特利尔，魁北克省，
加拿大
理学硕士
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Shufeng Zhou
1
麦吉尔大学外科学系整形外科
，蒙特利尔，魁北克省，
加拿大
2
麦吉尔大学健康中心研究所外科与介入科学项目
，蒙特利尔，魁北克省，
加拿大
哲学博士
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George Bou-Gharios
3
利物浦大学健康与生命科学学院生命历程与医学科学研究所肌肉骨骼与衰老科学系
，
英国
哲学博士
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ORCID
George Bou-Gharios 记录
Anie Philip
1
麦吉尔大学外科系整形外科 ವಿಭಾಗ，蒙特利尔，魁北克省，加拿大
2
麦吉尔大学健康中心研究所外科与介入科学项目，蒙特利尔，魁北克省，加拿大
4
麦吉尔大学医学院皮肤科，蒙特利尔，魁北克省，加拿大
5
麦吉尔大学医学院临床与转化研究 ವಿಭಾಗ，蒙特利尔，魁北克省，加拿大
博士
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通信作者：
anie.philip{at}mcgill.ca
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摘要
纤维增殖性疾病（如系统性硬化症）是复杂的疾病，其特征包括慢性皮肤炎症和进行性纤维化，而成纤维细胞活化是其中的核心特征。尽管转化生长因子β（Transforming Growth Factor Beta，TGF-β）信号传导是系统性硬化症纤维化过程中公认的重要驱动因素，但核因子κB（Nuclear Factor Kappa B，NF-κB）等炎症通路也对疾病所致的严重负担产生了实质性影响。我们此前发现，CD109 是一种 TGF-β 共受体，也是纤维化信号传导的负调节因子；然而，其在炎症信号传导中的作用尚不明确。在本研究中，我们探讨了 CD109 调控皮肤成纤维细胞炎症信号传导的功能。我们发现，CD109 与 Toll 样受体（TLR2、TLR4）和肿瘤坏死因子受体（TNFRI、TNFRII）共定位并发生相互作用；在人体真皮成纤维细胞中，CD109 的缺失会增强 TNF-α 诱导的 NF-κB 活化，并重编程细胞因子的产生。此外，全身性 CD109 敲除小鼠和成纤维细胞特异性 CD109 敲除小鼠均表现出免疫细胞浸润增加和皮肤炎症加重。与此同时，单细胞
跨疾病成纤维细胞图谱的转录组分析显示，CD109 表达优先维持在结构性和稳态型成纤维细胞亚型中，而与免疫细胞相互作用的成纤维细胞亚群则始终表现出较低的 CD109 水平。对成纤维细胞伪批量样本进行通路层面分析发现，与健康皮肤相比，系统性硬化症（SSc）中的经典炎症通路活性发生改变。综上，这些发现表明 CD109 是成纤维细胞内源性的炎症信号负调节因子，并提示 CD109 在调节系统性硬化症炎症反应中具有更广泛的作用。
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图形摘要：
CD109 通过调节 NF-κB 信号通路抑制成纤维细胞驱动的炎症。由 FigureLabs.ai 生成，并使用 Adobe Photoshop 编辑。
引言
皮肤是人体最大的器官，在维持机体整体生理平衡方面发挥着积极作用 [
1
]。皮肤是一个多功能器官，连接人体与外部环境；它既是抵御病原体、毒素、过敏原和化学物质的保护屏障，也是由巨噬细胞、中性粒细胞、树突状细胞和 T 细胞构成的前线免疫器官。[
2
]。皮肤细胞通过产生多种细胞因子和趋化因子，与免疫系统进行主动交流 [
2
]。真皮成纤维细胞可释放白细胞介素 1（IL-1）、肿瘤坏死因子 α（TNF-α）、IL-6 和转化生长因子 β（TGF-β）等细胞因子，从而在损伤或感染后启动并调节炎症与修复反应 [
3
,
4
]。除指导免疫细胞在皮肤受到应激或损伤的部位募集和活化外 [
5
–
7
]，成纤维细胞还与角质形成细胞、免疫细胞及内皮…
细胞通过炎症、细胞增殖以及细胞外基质（ECM）的沉积与重塑来恢复皮肤完整性[
8
,
9
]。这些过程的失调可导致慢性创面、纤维化或过度瘢痕形成[
10
]。持续性炎症伴随TNF-α、IL-1β和IL-6表达持续升高，可损害角质形成细胞的迁移并降低成纤维细胞的增殖能力，进而导致再上皮化失败和开放性创面持续存在[
11
,
12
]。过度的TGF-β/Smad信号传导使成纤维细胞维持在活化的肌成纤维细胞状态，从而引起ECM过度沉积、真皮增厚以及组织弹性进行性丧失[
13
]。这些失调的炎症和纤维化通路共同构成多种皮肤疾病的发病基础，包括慢性难愈性溃疡，以及增生性瘢痕、瘢痕疙瘩和系统性硬化症（SSc/硬皮病）等病理性瘢痕[
14
–
17
]。
系统性硬化症（SSc）是一种罕见的自身免疫性疾病，其特征为血管病变、慢性炎症以及皮肤和内脏器官进行性纤维化，受累器官包括心脏、肺、肾脏和胃肠道[
18
]。其在北美的患病率存在差异，报道范围约为每10万人13.5至44.3例，发病率估计为每10万人年1.4至5.6例。目前，SSc尚无治愈方法，治疗策略主要依赖于症状管理。吗替麦考酚酯、甲氨蝶呤或环磷酰胺等免疫抑制疗法可用于降低疾病活动度，并延缓皮肤和肺纤维化的进展[
19
]。尼达尼布等抗纤维化药物可减缓SSc相关间质性肺病（SSc-ILD）的进展[
20
]。然而，与SSc-ILD不同，
目前尚无获批疗法能够直接逆转或阻止 SSc 中的皮肤纤维化。因此，深入理解驱动皮肤纤维化的分子机制，对于开发针对疾病根本原因的更有效治疗策略至关重要。
SSc 等纤维化疾病中涉及的标志性细胞信号通路主要包括促纤维化的 TGF-β 通路和促炎的核因子 κB（NF-κB）通路 [
18
,
21
]。TGF-β 信号失调会增加 α-平滑肌肌动蛋白（α-SMA）的表达并促进应力纤维形成，使真皮成纤维细胞向肌成纤维细胞表型转变 [
22
]。这些分化后的肌成纤维细胞主要通过经典的 Smad2/3 信号通路，以及非经典通路（MAPK、YAP/TAZ），显著增强细胞外基质（ECM）的生成与沉积 [
21
–
24
]。与此同时，在肿瘤坏死因子 α（TNF-α）和白细胞介素 1β（IL-1β）的作用下，NF-κB 通路可促使真皮成纤维细胞转变为促炎表型 [
25
]。在 NF-κB 激活的上游，Toll 样受体（TLR）和 TNF 受体（TNFR）等先天免疫受体对于维持 SSc 中的炎症信号至关重要。TLR4 在 SSc 患者的皮损和肺组织中表达上调，并与肌成纤维细胞、巨噬细胞和血管细胞共定位，其表达与疾病进展相关 [
26
]。此外，SSc 中 TLR2 的表达也有所升高，患者来源的树突状细胞中罕见的功能变异与过度增强的 IL-6 应答相关 [
27
]。TNF-α 信号通过 TNFR1 和 TNFR2 可激活 NF-κB、促进细胞因子生成并增强成纤维细胞存活，从而维持 SSc 中的慢性炎症 [
28
]。这些因素共同营造出一种促炎环境，】【。
增加 TGF-β 驱动的纤维化 [
28
,
29
]。
尽管已知 TGF-β 和 NF-κB 信号通路是纤维化疾病中纤维化和炎症的关键驱动因素，但这些通路受到多个层面的动态调控，其中包括细胞表面共受体的调节。本课题组已鉴定出 CD109 是一种 TGF-β 共受体，也是皮肤细胞（包括硬皮病成纤维细胞）中纤维化信号的负调控因子 [
30
–
35
]。
CD109 是一种糖基磷脂酰肌醇（GPI）锚定蛋白，可结合 TGF-β1 并抑制其下游效应 [
32
,
36
]。CD109 还可促进 TGF-β 受体的内化和降解，从而降低细胞对 TGF-β 的敏感性，并限制下游依赖 Smad 的信号传导强度 [
37
]。本课题组研究表明，在小鼠表皮中过表达 CD109 可减弱 TGF-β/Smad2/3 信号传导，从而减轻博来霉素诱导的皮肤纤维化，同时减少炎症和肉芽组织形成 [
38
,
39
]。相反，CD109 基因敲除（KO）小鼠表现出增强的 TGF-β/Smad2/3 信号传导和皮肤纤维化 [
40
]，并伴有表皮增生、毛发生长受损以及免疫细胞浸润增加 [
41
]。尽管 CD109 在 TGF-β 信号传导背景下已得到广泛研究，但其在调节炎症信号通路，尤其是 NF-κB 通路中的作用，仍未得到研究。我们近期对已发表的 CD109 表达与功能相关研究进行分析后发现，CD109 很可能是多个组织炎症反应的关键介质 [
42
]。此外，我们还证实，表皮中过表达 CD109 可减少皮肤中的免疫细胞（巨噬细胞和中性粒细胞）浸润 [
39
,
43
]。
本研究确立了 CD109 作为皮肤炎症的关键调控因子。
通过调节 NF-κB 通路发挥作用。利用全身性和条件性 CD109 敲除小鼠模型，我们证明，CD109 缺失会显著增强 NF-κB 激活，增加促炎细胞因子的表达，并促进免疫细胞浸润皮肤。综上，这些发现表明 CD109 是炎症信号传导的关键负调节因子，并凸显了其在维持皮肤免疫稳态中的重要作用。
结果
CD109 与先天免疫 Toll 样受体和 TNF 受体相互作用
为确定 CD109 是否与上游先天免疫及炎症受体相互作用，我们检测了其与 TLR2、TLR4、TNFRI 和 TNFRII 的空间共定位及生化相互作用。免疫荧光分析显示，在皮肤成纤维细胞中，CD109 与上述四种受体（TLR2、TLR4、TNFRI 和 TNFRII）呈重叠定位（图 1A）。高倍图像显示，它们在成纤维细胞的细胞膜及膜周区域共定位（图 1A）。为从生化层面验证这些观察结果，我们进行了共免疫沉淀实验。免疫沉淀 CD109 可共同沉淀出 TLR2 和 TLR4；而免疫沉淀 TNFRI 和 TNFRII，则可检测到 CD109 被共同沉淀，免疫印迹结果证实了这一点（图 1B-D）。
CD109 缺失增强 NF-κB 激活及促炎反应
为确定 CD109 是否调节炎症性 NF-κB 信号通路，我们将靶向 CD109 的 siRNA 转染至人真皮成纤维细胞，以敲低（KD）其表达。经 TNF-α 处理后，CD109 KD 成纤维细胞中 NF-κB 抑制蛋白 α（IκBα）的磷酸化和降解均显著增强（图 2A-F）。CD109 KD 还增强了 NF-κB 亚基 p50 和 p65 的激活。p50（图 2G-K）和 p65（▋
图 2L–P
)：经 TNF-α 处理后，在 CD109 敲低（KD）的成纤维细胞中观察到相应亚基的表达。
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图 2：
CD109 在皮肤成纤维细胞中与 TLR2/4 和 TNFRI/II 共定位并相互作用。
A）
人真皮成纤维细胞的代表性免疫荧光图像，分别对 CD109（绿色）以及 TLR2、TLR4、TNFRI 或 TNFRII（红色）进行染色，并以 DAPI（蓝色）复染细胞核。合并图像显示，CD109 与各受体在质膜及膜周区域部分共定位。插图突出显示了 CD109 与相应受体的重叠区域。比例尺，50 µm。
B）
通过 CD109 下拉进行共免疫沉淀（Co-IP），随后采用免疫印迹检测 TLR2。
C）
通过 CD109 下拉进行共免疫沉淀（Co-IP），随后采用免疫印迹检测 TLR4。
D）
通过 TNFRI 下拉进行共免疫沉淀（Co-IP），随后采用免疫印迹检测 CD109。
E）
通过 TNFRII 下拉进行共免疫沉淀（Co-IP），随后采用免疫印迹检测 CD109。
为确定 CD109 敲低后 NF-κB 活性增强是否会导致炎症输出发生变化，我们检测了 CD109 耗竭后人真皮成纤维细胞中的细胞因子和趋化因子表达。多重细胞因子分析显示，与对照组相比，CD109 敲低成纤维细胞中的炎症介质表达整体发生改变（图 3A）。CD109 敲低成纤维细胞中多种促炎细胞因子相对升高，尤以 IL-6、IL-12p70、IL-15 和 IL-16 为著（图 3A）。相反，抗炎介质水平降低，包括 IL-1 受体拮抗剂（IL-1ra）和可溶性 TNFRII；而可溶性 TNFRI 则相对升高（图 3A）。为对这些观察结果进行定量验证，我们利用线性回归根据标准曲线计算细胞因子浓度，并比较不同条件下的数值（】【。
补充图1
)
。该分析显示，与对照组相比，CD109敲低成纤维细胞中IL-1ra（p<0.001）、可溶性TNFRII（p<0.01）、MIP-1δ（p<0.01）、IL-7（p<0.0001）、MCP-1（p<0.01）和TNF-α（p<0.001）的浓度均显著降低，而CD109耗竭后IL-15（p<0.05）的浓度显著升高（
图3B-H
）。
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图3：
CD109敲低增强人真皮成纤维细胞中TNF-α诱导的NF-κB活化。A–C）
对照siRNA或靶向CD109的siRNA转染，并按指示接受TNF-α处理的人真皮成纤维细胞中CD109、磷酸化IκBα（phospho-IκBα）及总IκBα的免疫印迹分析。CD109蛋白水平降低表明CD109敲低效率。
D）
TNF-α刺激后IκBα降解的定量分析，以相对于未处理对照条件的倍数变化表示。
E-G）
TNF-α处理后，对照组和CD109敲低成纤维细胞中磷酸化p65（phospho-p65）和总p65的免疫印迹分析及定量。
H-J）
TNF-α处理后，对照组和CD109敲低成纤维细胞中磷酸化p50（phospho-p50）和总p50的免疫印迹分析及定量。采用密度测定法对蛋白条带强度进行定量，以加样对照进行归一化，并以相对于未处理对照样本的倍数变化表示。数据：均值±SEM（每次免疫印迹n=3）。采用单因素方差分析检验统计学显著性。（*p < 0.05；p < 0.01；*p < 0.001）。
CD109的全身性缺失和成纤维细胞特异性缺失导致小鼠皮肤中免疫细胞浸润增加及炎症加剧
为评估CD109缺失对皮肤炎症的影响，我们采用了两种互补的
体内
小鼠模型：全身性CD109基因敲除模型和一种
他莫昔芬诱导的成纤维细胞特异性 CD109 敲除（KO）模型（补充图 2A-B）。使用这两种模型具有重要优势。CD109 全身性敲除可在整个机体水平上界定其总体生理和病理功能；由于 CD109 在所有组织中均被删除，该模型能够揭示全身性效应以及不同细胞类型之间的相互作用。然而，发育性代偿以及多个细胞群体的共同作用可能会掩盖所观察表型背后的特异性细胞机制。在成纤维细胞特异性诱导性敲除模型中，CD109 在成纤维细胞中被删除，而在其他细胞类型中的表达得以保留，从而最大程度地减少了发育因素的混杂，使得即使该模型无法涵盖其他细胞类型的贡献，也能够直接评估成纤维细胞内在的功能。成纤维细胞特异性 KO 模型有助于确定，仅在成纤维细胞中删除 CD109 是否足以促进炎症表型。这一方法尤其具有相关性，因为越来越多的研究认识到，成纤维细胞不仅是结构性细胞，还是皮肤微环境中免疫反应的主动调节者。因此，联合使用全身性敲除模型和成纤维细胞特异性诱导性敲除模型，可以提供互补性信息，从而区分 CD109 的总体生理作用及其在成纤维细胞中的细胞自主性功能。
对两种模型及其野生型（WT）对应组小鼠的皮肤进行了免疫细胞标志物的免疫组织化学分析。与 WT 皮肤相比，全身性 CD109 KO 小鼠皮肤中的 IκBα 水平显著降低（p<0.0001）（图 4A）。此外，全身性 CD109 KO 皮肤中的免疫细胞显示出显著增加的做爰
与 WT 皮肤相比，多种标志物的表达均显著增加，包括巨噬细胞（F4/80，p<0.0001）、中性粒细胞（Ly-6G，p<0.0001）、T 细胞（CD3，p<0.0001）和浆细胞样树突状细胞（pDC；BST2，p<0.0001）（图 4B–E）。同样，成纤维细胞特异性 CD109 敲除小鼠的皮肤中，这些相同免疫细胞标志物的表达也显著增加（图 5）。
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图 4：
CD109 缺失导致成纤维细胞炎症分泌组发生选择性重塑。
A）
热图显示对照组和 CD109 敲低的人真皮成纤维细胞条件培养液中炎症性细胞因子、趋化因子及 TNF 受体组分的相对表达水平。各分析物的数值分别进行缩放，以突出不同条件间的相对差异。红色表示表达较高，蓝色表示表达较低。
B–H）
采用多重免疫测定法对对照组和 CD109 敲低（KD）成纤维细胞条件培养液中的显著变化细胞因子和趋化因子进行定量。所示指标包括 IL-1 受体拮抗剂（IL-1ra）、可溶性 TNF 受体 II（TNF RII）、IL-15、MIP-1d、IL-7、MCP-1 和 TNF-α。数据以浓度（pg/mL）表示。数据：均值 ± SEM（n=3）。采用 Welch t 检验评估统计学显著性（*p < 0.05；p < 0.01；*p < 0.001；****p < 0.0001）。
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图 5：
全身性 CD109 敲除促进小鼠皮肤中的免疫细胞浸润。
A）
WT 和全身性 CD109 敲除小鼠背部皮肤切片中 IκBα 的代表性免疫组织化学染色。右侧显示 IκBα 阳性区域的定量结果（占组织面积的百分比）。
B）
WT 和 CD109 敲除小鼠皮肤中巨噬细胞（F4/80）的免疫组织化学染色。右侧显示 F4/80 阳性区域的定量结果。
C）
WT 和 CD109 敲除小鼠皮肤中中性粒细胞（Ly6G）的免疫组织化学染色。
KO皮肤。Ly6G阳性面积的定量结果见右侧。
D)
WT和CD109 KO皮肤中T细胞（CD3）的免疫组织化学染色。CD3阳性面积的定量结果见右侧。
E)
WT和CD109 KO皮肤中浆细胞样树突状细胞（pDC；BST2）的免疫组织化学染色。BST2阳性面积的定量结果见右侧。WT和CD109 KO皮肤真皮区域的高倍放大图像，显示单个pDC（箭头）。数据：均值 ± 标准误（SEM）（n=6）。采用单因素方差分析评估统计学显著性（****p < 0.0001）。比例尺，150 μm。
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图5：
成纤维细胞特异性条件性CD109敲除促进小鼠皮肤中的免疫细胞浸润。
A)
实验流程。图像使用
FigureLabs.
ai生成。
B)
巨噬细胞（F4/80）的免疫组织化学染色。F4/80阳性面积的定量结果见右侧。
C)
中性粒细胞（Ly6G）的免疫组织化学染色。Ly6G阳性面积的定量结果见右侧。
D)
T细胞（CD3）的免疫组织化学染色。CD3阳性面积的定量结果见右侧。
E)
浆细胞样树突状细胞（pDC；BST2）的免疫组织化学染色。BST2阳性面积的定量结果见右侧。数据：均值 ± 标准误（SEM）（每组n=3）。采用单因素方差分析评估统计学显著性（****p < 0.0001）。比例尺，150 μm。
在系统性硬化症（SSc）中，CD109表达与免疫相关成纤维细胞亚型及炎症通路活性呈负相关
对涵盖34个单细胞和单核RNA测序数据集的数据（由公开可用的人类蛋白质图谱整理）进行分析表明，在人体各组织中，CD109呈现细胞类型限制性表达，并富集于
内分泌细胞、免疫细胞和间充质细胞（图6A）。在间充质细胞群中，皮肤成纤维细胞的CD109表达水平最高（图6A）。将CD109表达投射至泛疾病成纤维细胞UMAP图后发现，成纤维细胞各亚型之间存在显著差异，而非所有成纤维细胞均匀表达（图6B、6C）。CD109在浅层（F1）成纤维细胞、浅层CRABP1+（F1）成纤维细胞及筋膜样肌成纤维细胞（F8）中表达最为显著，而在血管周围（F2/3）、成纤维网状细胞样（FRC样，F3）及NGFR+（F5）成纤维细胞中的表达较低（图6C、6E）。
映射至泛疾病成纤维细胞图谱的系统性硬化症（SSc）成纤维细胞主要分布于通用型（F2，25.9%）和浅层（F1，14.7%）成纤维细胞亚型，也分布于FRC样（F3，13.6%）、DS_DPEP1+（F4，11.2%）及血管周围（F2/3，9.9%）细胞群（图6D、6F）。相比之下，SSc成纤维细胞在炎症性肌成纤维细胞（F6，0.4%）及其他免疫相关成纤维细胞亚群中的占比较低，后者包括施万细胞样成纤维细胞（F5：RAMP1+，1.9%；F5：NGFR+，3.0%）（图6D、6F）。尽管亚型分布存在异质性，CD109在SSc各成纤维细胞亚型中仍普遍保持表达。对健康与SSc成纤维细胞各亚型中CD109表达的定量分析显示，与健康细胞簇相比，所有SSc细胞簇的平均表达水平均较高（图6G）。
CD109阳性细胞比例最高的细胞群为通用型（F2，59.2%）、浅层（F1，58.2%）、浅层CRABP1+（F1，53.4%）、筋膜样肌成纤维细胞（F8，52.9%）及肌成纤维细胞（F7，48.1%）（图6G）。在与免疫信号传导相关的细胞簇中，SSc成纤维细胞的CD109表达降低，
包括成纤维网状细胞（FRC）样成纤维细胞（F3）、血管周围成纤维细胞（F2/3）和施万细胞样成纤维细胞（F5：RAMP1+、F5：NGFR+）（图6G）。与这一分布一致，对成纤维细胞伪批量样本进行的基因集变异分析（GSVA）显示，系统性硬化症（SSc）成纤维细胞中的炎症和免疫通路显著下调，包括标志性炎症反应通路和经由NF-κB介导的TNF-α信号通路（图6H–I）。
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图6：
CD109在SSc的结构型成纤维细胞亚型中富集表达，而在免疫相互作用型成纤维细胞中的表达降低。
A）
基于人类蛋白质图谱整理的34个公开可用的单细胞和单核RNA测序数据集，展示人体各部位不同细胞类型的CD109表达。
B）
泛疾病皮肤成纤维细胞图谱的统一流形逼近与投影（UMAP）图，展示在皮肤纤维化、炎症和癌症中鉴定出的成纤维细胞亚型。
C）
将CD109表达投射至泛疾病成纤维细胞UMAP图，显示其在不同成纤维细胞亚型中的表达异质性。
D）
展示泛疾病成纤维细胞各亚型中CD109表达的气泡图，其中点的大小表示CD109阳性细胞的比例，颜色表示平均表达水平。
E）
UMAP图突出显示映射至泛疾病成纤维细胞图谱的SSc成纤维细胞（n = 27,444个细胞）。
F）
SSc成纤维细胞在泛疾病图谱所定义的各成纤维细胞亚型中的分布。
G）
健康与SSc成纤维细胞各亚型中CD109的平均表达。柱形表示健康与SSc成纤维细胞各亚型内经log1p归一化的CD109平均表达水平。
百分比表示各亚型中CD109阳性细胞（表达量 > 0）所占的比例。
H)
基于泛疾病成纤维细胞图谱，展示健康皮肤与系统性硬化症（SSc）皮肤来源的成纤维细胞伪批量样本中Hallmark基因集变异分析（GSVA）评分的热图。颜色强度反映相对通路活性。
I)
火山图（数据见H）展示SSc与健康成纤维细胞伪批量样本之间Hallmark通路活性的差异。横轴表示平均GSVA评分之差（SSc减去健康），纵轴表示统计学显著性（−log10 p值）。垂直虚线表示具有生物学意义的富集阈值（|Δ GSVA| ≥ 0.3），水平虚线表示统计学显著性阈值（p < 0.05）。
讨论
CD109被认为是SSc皮肤纤维化的主要调控因子[30]。然而，皮肤炎症也是导致SSc疾病负担的重要因素，且主要由NF-κB依赖性信号转导驱动[18]。我们的研究结果将CD109的作用拓展至纤维化之外，并确定其为成纤维细胞炎症信号转导的负调控因子。CD109似乎作为一种受体相关调控因子参与炎症信号转导。免疫荧光和免疫共沉淀分析表明，CD109与TLR2、TLR4、TNFRI及TNFRII存在相互作用。免疫荧光观察到的部分共定位现象（即CD109与TLR2/4及TNFRI/II在离散区域重叠，而非均匀分布于整个细胞膜上）与以下观点一致：这些蛋白被组织于特化的膜微区（纳米域）中，而非弥散分布。众所周知，糖基磷脂酰肌醇（GPI）锚定蛋白能够使信号受体和衔接蛋白富集，从而调节受体的反应性[44,45]，由此引出
CD109可能作为一种空间组织因子，帮助组装或稳定受体信号传导枢纽。CD109可通过调节受体聚集、受体在质膜上的驻留时间或内吞转运来影响炎症信号传导。事实上，尽管信号较弱，但仍观察到了CD109及TLR/TNFR受体的细胞内染色，提示CD109也可能参与受体转运，而非仅在质膜上发挥作用。这些发现可能支持这样一种模型：CD109限制受体的组织或转运，因此其缺失会增强受体的有效信号传导，并放大NF-κB依赖性炎症反应。我们发现，CD109敲低（KD）增强了IκBα的磷酸化和降解，同时增加了p50/p65的磷酸化，表明NF-κB通路过度激活。CD109敲低使成纤维细胞的细胞因子谱发生了显著变化。热图分析显示，包括IL-6在内的多种NF-κB相关促炎细胞因子相对增加，而IL-1ra和可溶性TNFRII等抗炎介质则减少。与NF-κB驱动的炎症过程的复杂性一致，CD109敲低并未导致所有促炎细胞因子均一致上调。我们观察到TNF-α、MCP-1和MIP-1δ水平降低。对这种抑制现象的一种可能解释是，CD109具有已知的TGF-β信号传导负调控作用。CD109缺失增加了TGF-β活性，而TGF-β可发挥抗炎作用[46, 47]。此外，可溶性TNFRI是系统性硬化症（SSc）中炎症信号传导增强的标志物[48, 49]，其增加可解释TNF-α水平的降低。可溶性TNFRI可作为诱饵受体，限制TNF-α的生物利用度[50]。这些发现
表明，CD109缺失可导致炎症信号传导发生重编程，这一过程受到NF-κB、TGF-β及TNF受体介导机制之间交互作用的影响。
体内数据进一步支持CD109在调控皮肤炎症中的作用。全身性CD109敲除小鼠和成纤维细胞特异性CD109敲除小鼠的皮肤中，免疫细胞（巨噬细胞、中性粒细胞、T细胞和浆细胞样树突状细胞〔pDCs〕）浸润均显著增加。本研究的一大优势在于采用了两种互补的体内模型。全身性CD109敲除模型显示了CD109完全缺失对皮肤的总体影响，而他莫昔芬诱导的成纤维细胞特异性敲除模型则通过确定仅在成纤维细胞中缺失CD109是否足以驱动炎症，提供了更具机制性的研究途径。小鼠皮肤中浆细胞样树突状细胞（pDCs）的浸润与系统性硬化症（SSc）的发病机制相呼应，因为这些细胞也会浸润SSc患者的皮肤[51]。两种小鼠模型呈现出相似的表型，表明成纤维细胞内在的CD109有助于抑制炎症信号传导和免疫细胞募集。重要的是，成纤维细胞特异性模型表明，成纤维细胞来源的CD109足以在体内调控皮肤炎症微环境，而非仅仅体现全身性CD109缺失的继发效应，从而进一步凸显了本研究方法的创新性。在缺乏CD109的情况下，成纤维细胞似乎会营造一种有利于炎症发生的微环境。
基于泛疾病成纤维细胞图谱（https://celltype.info/project/613）[52]开展的单细胞分析表明，与健康成纤维细胞相比，CD109的表达在SSc成纤维细胞中呈优先富集，更具体而言，富集于SSc的结构型和稳态型成纤维细胞亚型，包括
普适型（F2）和浅表型（F1）成纤维细胞并非主要特化于免疫相互作用。相比之下，与免疫细胞相互作用相关的系统性硬化症（SSc）成纤维细胞亚群，如成纤维网状细胞（FRC）样成纤维细胞（F3）、血管周围成纤维细胞（F2/3）和施万细胞样成纤维细胞（F5），均表现出较低的CD109表达。CD109似乎在上述以免疫参与为特征的细胞群中特异性下调，提示其表达与SSc中成纤维细胞的细胞状态相一致。这一观察结果提示，CD109可能对成纤维细胞向炎症表型极化起缓冲作用；这也与免疫组织化学分析显示CD109敲除（KO）情况下免疫细胞浸润增加的结果一致，意味着CD109缺失可能促使成纤维细胞转向有利于免疫参与的状态。此外，对成纤维细胞伪批量样本进行的基因集变异分析（GSVA）显示，与健康成纤维细胞相比，所有具有较高CD109表达的SSc成纤维细胞中，经典炎症通路的活性均降低，包括经NF-κB介导的TNF-α信号通路。
重要的是，在解读我们的研究结果时，应考虑若干局限性。首先，人类单细胞分析属于相关性分析，无法确立CD109表达与炎症通路活性之间的因果关系。此外，由于SSc患者样本数量有限（n=2），比较SSc与健康成纤维细胞的伪批量GSVA未按CD109表达水平进行分层，因此这些结果尚无定论。再者，尽管免疫荧光和免疫共沉淀实验表明CD109与NF-κB信号通路上游受体在空间上邻近且存在生化关联，但这些方法无法判定是否存在直接的受体结合。最后，尽管小鼠
这些模型为CD109在调节皮肤炎症中的成纤维细胞内在作用提供了有力的体内证据，但物种特异性差异可能限制这些结果直接转化至人类疾病。
为进一步巩固这些发现，并更明确地界定系统性硬化症（SSc）中CD109表达与成纤维细胞炎症状态之间的关系，未来有必要开展基于CD109表达分层的单细胞分析。此外，冷冻电子显微镜等用于研究蛋白质–蛋白质相互作用的高分辨率技术，可帮助确定CD109是否与TLR2/4及TNFRI/II直接相互作用。同时，活细胞成像及聚焦于细胞内转运的研究方法将有助于确定CD109是否调控TLR2/4和TNFRI/II的内化、再循环或内体分选运输。总体而言，我们的研究结果表明，CD109是成纤维细胞内在的抗炎调节因子，可限制NF-κB依赖性信号传导，并维持皮肤中免疫参与程度较低的成纤维细胞状态。
材料与方法
用于分析人类各组织中CD109细胞类型特异性的数据集的单细胞RNA测序分析
为评估CD109表达在人体各部位的细胞类型特异性，我们将经过整理的单细胞转录组数据集与人类蛋白质图谱（Human Protein Atlas，HPA）的细胞类型组特异性注释进行整合。HPA单细胞资源汇集了经统一流程处理的单细胞RNA测序数据集，并提供了关于基因表达在人体主要细胞类型和组织中富集情况的标准化注释（https://www.proteinatlas.org）。本研究共分析了34个独立的单细胞RNA测序数据集，这些数据集获取自单细胞表达图谱（Single Cell Expression Atlas）、人类细胞图谱（Human Cell Atlas）、基因表达综合数据库（Gene Expression Omnibus，GEO）、EMBL-EBI BioStudies以及
HPA单细胞框架中纳入的Tabula Sapiens数据。将标准化表达值汇总至细胞类型组水平，并利用HPA细胞类型组特异性框架，对CD109在主要细胞类型类别中的表达特异性进行可视化（图6A）。为分析CD109在皮肤成纤维细胞各亚型中的表达，我们使用了涵盖皮肤纤维化、炎症和癌症的泛疾病成纤维细胞图谱，该图谱提供了适用于多种疾病背景的统一成纤维细胞注释框架[52]。该图谱最初由Steele等人报道[52]，将炎症性、纤维化性及恶性皮肤病变中的成纤维细胞整合至共同的参考空间（https://celltype.info/project/613）。提取Patient_status元数据中标注为SSc的细胞用于下游分析，共获得27,444个SSc成纤维细胞。将SSc成纤维细胞投射至参考UMAP嵌入空间，以评估其在各成纤维细胞亚型中的分布（图6D）。采用基因集变异分析（Gene Set Variation Analysis，GSVA）[53]，结合分子特征数据库（Molecular Signatures Database，MSigDB）中的Hallmark基因集（https://www.gsea-msigdb.org/gsea/msigdb），对通路活性进行量化。使用基于Matplotlib和Seaborn的自定义Python脚本绘制火山图和条形图，使用Scanpy[54]进行单细胞分析，并采用基于GSVA的工作流程开展通路水平分析。
小鼠品系的建立与他莫昔芬诱导
本研究使用了两个小鼠品系：全身性CD109敲除（KO）品系和他莫昔芬诱导型成纤维细胞特异性CD109条件性KO品系。全身性CD109 KO小鼠品系（n=6，3只雄性和3只雌性）由Masahide博士（名古屋大学病理学系
医学院，日本名古屋）[55]。小鼠均维持在C57BL/6遗传背景下。在涉及全身性基因敲除（KO）模型的实验中，采用杂合子交配产生的野生型（WT）同窝小鼠作为对照（n=6，雄性3只，雌性3只）。条件性CD109 KO小鼠群（CD109^fl/fl；Col1a2-CreERT2^+；tdTomato^+/−；n=6，每组3只，雄性2只，雌性4只）通过将CD109^fl/fl小鼠（由麦吉尔大学罗莎琳德与莫里斯·古德曼癌症研究所的麦吉尔动物模型综合核心平台〔MICAM〕构建）与Col1a2-CreERT2^+；tdTomato^+/+小鼠杂交建立。Cre-lox实验的对照动物为CD109^+/+；Col1a2-CreERT2^+；tdTomato^+/−小鼠（n=6，每组3只，雄性2只，雌性4只）。条件性敲除小鼠和对照小鼠均按所示方案接受他莫昔芬或溶剂处理，以控制Cre表达和他莫昔芬给药的潜在影响。将他莫昔芬（Sigma-Aldrich）溶于玉米油，配制成20 mg/mL的溶液，对6–8周龄小鼠按75 mg/kg体重的剂量进行腹腔注射，每日1次，连续5天。每只小鼠使用两个注射部位。末次注射后，在组织采集前给予小鼠7天的药物洗脱和重组时间。于第13天对小鼠实施安乐死，并采集皮肤样本进行组织学和生物化学分析。在整个处理期及注射后观察期内，均监测动物是否出现不良反应。
CD109小鼠的基因分型
采用碱裂解法从小鼠耳部打孔活检组织中提取基因组DNA。将组织样本置于50 mM NaOH中，于96°C孵育1小时，期间间歇性涡旋振荡，随后用1 M Tris-HCl（pH 8.0）中和。DNA提取物于−20°C保存备用。基因分型采用
采用等位基因特异性引物组（表1）进行PCR扩增，以检测Col1a2-CreERT2转基因、tdTomato报告基因、位于Cd109基因座两侧的5′和3′ LoxP位点，以及全身性CD109敲除等位基因（补充图3）。根据所用引物组，使用OneTaq Quick-Load 2× Master Mix进行PCR反应。PCR产物在含有SYBR Safe的1%或3%琼脂糖凝胶上进行电泳分离，并在紫外光照射下显像。通过检测约1300 bp的扩增产物，确认Col1a2-CreERT2转基因的存在。通过196 bp（tdTomato）和297 bp（野生型，WT）的PCR片段鉴定tdTomato报告基因等位基因。通过扩增约300 bp的片段，验证5′和3′ LoxP位点的正确插入。对于全身性CD109敲除模型，PCR扩增产生的野生型等位基因条带为205 bp，突变型等位基因条带为603 bp。
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表1.
用于小鼠基因分型的引物序列。
组织学与免疫组织化学（IHC）
采集皮肤组织，固定并处理后用于组织学分析。制备5 μm厚的切片，贴附于载玻片上，用于免疫组织化学染色。切片经二甲苯脱蜡，并通过梯度乙醇溶液复水，随后采用热诱导表位修复法进行抗原修复。在抗体孵育前，封闭内源性过氧化物酶活性和非特异性结合。组织切片分别与针对F4/80（巨噬细胞）、Ly-6G（中性粒细胞）、CD3（T细胞）、BST2（浆细胞样树突状细胞；pDCs）和IκBα的一抗孵育（表2）。一抗孵育后，切片与适当的辣根过氧化物酶（HRP）偶联二抗孵育
抗体。使用3,3′-二氨基联苯胺（DAB）底物和显色剂进行信号检测。随后用苏木精对切片进行复染、脱水并封片。采用明场显微镜对染色切片进行成像。使用Fiji（ImageJ）对免疫组织化学染色进行定量分析。所有分析均仅对皮肤切片的真皮区域进行定量。手动遮蔽表皮及其下方的脂肪层和肌层，并将其排除在分析之外，以避免这些区域被纳入基于阈值的测量。
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表2：
所用一抗和二抗。
细胞培养
将人hTERT永生化皮肤成纤维细胞（0.2 × 10⁶个细胞）培养于添加血清的Dulbecco改良Eagle培养基（DMEM）中，并在标准细胞培养条件下维持培养。使用Lipofectamine™ RNAiMAX转染试剂，将靶向CD109的siRNA或非靶向乱序siRNA转染至细胞。转染时，将细胞置于含7 nM Lipofectamine™ RNAiMAX的Opti-MEM培养基中孵育4小时，随后换回完全培养基。转染后，在处理前对细胞进行24至48小时的血清饥饿。对于炎症信号传导实验，根据所分析的下游标志物，使用肿瘤坏死因子-α（TNF-α；10 ng/mL）处理细胞5分钟、10分钟或60分钟。在指定时间点收集细胞，用于后续分析。
蛋白质提取与定量
按照制造商说明，使用Thermo Scientific™ RIPA裂解与提取缓冲液或Pierce™ IP裂解缓冲液裂解细胞。通过离心澄清裂解液，所得上清液被
收集用于下游分析。按照制造商的操作规程，使用 Quick Start™ Bradford 1× 染料试剂（Bio-Rad，#5000205）测定总蛋白浓度。使用酶标仪测量吸光度，并根据牛血清白蛋白（BSA）标准曲线计算蛋白浓度。
SDS-PAGE 和蛋白质印迹
将等量蛋白质与 Precision Plus Protein™ Kaleidoscope™ 预染蛋白质标准品（Bio-Rad）一同进行 SDS-PAGE 分离。随后在 90 V 电压下，将蛋白质转移至 0.45 µm 硝酸纤维素膜（Amersham™ Protran™ Premium）上。用 1% BSA 封闭膜，然后与用含 BSA 的封闭缓冲液稀释的一抗（表 2）孵育。一抗孵育后，将膜与相应的二抗（表 2）孵育。使用 ImageJ 软件（NIH）对蛋白质印迹条带进行灰度定量分析。
免疫荧光
使用 4% 多聚甲醛（Electron Microscopy Sciences）固定细胞，用磷酸盐缓冲盐水（PBS）洗涤，并用 1% BSA 封闭以减少非特异性结合。将样品与用封闭缓冲液稀释的一抗孵育，随后与针对相应物种的荧光标记二抗孵育。所用二抗包括 Alexa Fluor™ 594 标记的山羊抗兔 IgG（H+L）和 Alexa Fluor™ 488 标记的山羊抗小鼠 IgG（H+L）。用 PBS 洗涤后，使用含 DAPI 的 SlowFade™ Gold 抗荧光淬灭封片剂对样品进行封片，以复染细胞核并保护荧光。使用 Zeiss LSM 780 激光扫描共聚焦显微镜采集荧光图像。
免疫共沉淀
按上述方法制备细胞裂解液，并使用 Protein G MagBeads（GenScript）进行预清除，以减少非特异性结合。
随后，将预清除的裂解液与偶联特异性一抗或同型匹配IgG对照的微珠孵育。孵育后，通过磁分离捕获免疫复合物，并进行洗涤以去除未结合的蛋白质。将结合的蛋白质从微珠上洗脱，并按上述方法进行SDS-PAGE和Western blot分析。
细胞因子阵列分析
按照上述方法（细胞培养部分）在成纤维细胞中敲低CD109。收集条件培养基，以3000 rpm离心10 min以去除碎片，并于−80°C冷冻保存。按照标准操作流程，使用人炎症因子阵列Q3（QAH-INF-3；RayBiotech, Inc.）检测炎症标志物。荧光扫描和后续数据分析分别通过RayBiotech扫描服务和Q-Analyzer软件完成。
统计分析
使用GraphPad Prism（GraphPad Software，美国加利福尼亚州圣迭戈）进行统计分析。根据具体情况，采用Student’s t检验、Welch’s t检验或单因素方差分析（one-way ANOVA）对数据进行分析。各实验所采用的具体统计检验方法见相应图注。数据以均值±均值标准误（SEM）表示，p值<0.05被认为具有统计学意义。
数据和材料的可用性
如需进一步信息或申请获取资源和试剂，请联系通讯作者Anie Philip博士，相关请求将由其处理。本研究分析的单细胞数据集均可公开获取，来源于人类蛋白质图谱（https://www.proteinatlas.org）和已发表的泛疾病成纤维细胞图谱（https://celltype.info/project/613）。
作者贡献
研究构思：
A.B.、A.P.；方法学：A.B.、S.P.、S.Z.；研究实施：A.B.、S.P.；正式分析：A.B.；资源：A.P.、GB；写作——初稿撰写：A.B.；写作——审阅与编辑：A.P.、GB；监督指导：A.P.；经费获取：A.P.
利益冲突声明
作者声明不存在利益冲突。
生成式人工智能及人工智能辅助技术使用声明
在本稿件的准备过程中，ChatGPT 5.2 仅用于辅助语言润色和提高表述的清晰度。图形摘要使用以下工具生成：
FigureLabs.ai
。
补充图
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补充图1：
各细胞因子及可溶性受体的标准曲线。
使用 Quantibody® 人炎症因子阵列3测定细胞因子水平，并使用制造商提供的重组标准品进行系列稀释，绘制标准曲线。图中展示了白细胞介素-1受体拮抗剂（IL-1ra）、IL-8、γ干扰素诱导的单核细胞因子（MIG，CXCL9）、IL-2、IL-16、巨噬细胞炎症蛋白-1δ（MIP-1δ）、IL-7、IL-17、肿瘤坏死因子受体I（TNFRI）、基质金属蛋白酶组织抑制剂-1（TIMP-1）、单核细胞趋化蛋白-1（MCP-1）、肿瘤坏死因子受体II（TNFRII）、TNF-α、IL-6、IL-12p70及IL-15的代表性校准曲线。以待测物浓度（pg/mL；x轴）为横坐标、荧光信号强度（y轴）为纵坐标绘图，并在各待测物经验证的动态范围内通过线性回归计算浓度。图中显示了各细胞因子的拟合回归直线及相应的决定系数（R²），表明其在工作浓度范围内具有良好的线性关系。经背景扣除和归一化处理后，利用这些标准曲线计算成纤维细胞条件培养基中细胞因子的绝对浓度。
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补充图2：
小鼠皮肤中CD109敲除（KO）的确认。
A）
免疫组织化学
WT和全身性CD109敲除（KO）小鼠皮肤中的CD109染色。右侧显示CD109阳性面积的定量结果。
B)
小鼠皮肤中内源性tdTomato的表达。
C)
条件性CD109敲除小鼠皮肤中的CD109免疫组织化学染色。右侧显示CD109阳性面积的定量结果。数据：均值 ± 均值标准误（SEM）（每组n=3）。采用单因素方差分析评估统计学显著性（****p < 0.0001）。比例尺：150 μm。
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补充图3：
Col1a2-CreERT2、CD109 floxed等位基因、tdTomato报告基因及全身性CD109敲除小鼠的PCR基因分型。
代表性琼脂糖凝胶电泳图像，展示了用于验证本研究所用小鼠品系的PCR基因分型结果。
A)
使用Cre特异性引物检测Col1a2-CreERT2转基因，在Cre阳性动物中获得预期的Cre扩增产物。
B)
使用loxP特异性引物组验证Cd109基因座两侧5′和3′ loxP位点的正确插入。扩增出约300 bp的片段，证实存在floxed Cd109等位基因。
C)
tdTomato报告等位基因的基因分型，显示对应于野生型（297 bp）和tdTomato敲入型（196 bp）等位基因的PCR产物，可据此区分野生型、杂合及纯合报告小鼠。
D)
全身性CD109敲除等位基因的基因分型，PCR扩增分别产生野生型等位基因（205 bp）和突变敲除等位基因（603 bp）的特异性产物。
致谢
我们感谢麦吉尔大学Rosalind和Morris Goodman癌症研究所麦吉尔动物建模综合核心平台（MICAM）的Mitra Cohen及其团队构建CD109^fl/fl小鼠。我们还感谢Philip实验室成员提供的技术协助和参与的科学讨论。我们衷心感谢
感谢 Masahide 博士（名古屋大学医学研究生院）提供全身性 CD109 基因敲除小鼠品系。我们还感谢人类蛋白质图谱和泛疾病成纤维细胞图谱的贡献者公开其数据集。A.B. 获得了加拿大卫生研究院（CIHR CGS-M）、魁北克健康研究基金（FRQS）以及魁北克自然科学与技术研究基金（FRQNT）的奖学金资助。本研究获得加拿大卫生研究院（CIHR）项目基金 RN442412 的资助。
已声明的资助方信息
加拿大卫生研究院，
，RN442412
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CD109缺失放大真皮成纤维细胞中的 NF-κB 信号传导和炎症性重编程
Adel Batal，
Saniya Pamnani，
Shufeng Zhou，
George Bou-Gharios，
Anie Philip
bioRxiv
2026.07.03.736423；
doi：
https://doi.org/10.64898/2026.07.03.736423
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CD109缺失放大真皮成纤维细胞中的 NF-κB 信号传导和炎症性重编程
Adel Batal，
Saniya Pamnani，
Shufeng Zhou，
George Bou-Gharios，
Anie Philip
bioRxiv
2026.07.03.736423
doi：https://doi.org/10.64898/2026.07.03.736423
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关键词：CD109 · NF-κB信号通路 · 真皮成纤维细胞 · 炎症性重编程 · 系统性硬化症 · 皮肤纤维化
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